CETONI Elements unterstützt nun Feinwaagen!

Die Einbindung einer hochauflösenden Feinwaage in Ihrer Applikation bietet Ihnen an jeder Stelle in Ihrem Prozess ein präzise Aussage und somit zusätzliche Sicherheit. Mit Hilfe unserer flexiblen Laborautomationssoftware CETONI Elements können Sie ab sofort Feinwaagen in Ihren Prozess integrieren und zur gezielten Steuerung Ihrer hoch-präzisen Dosierung, Automatisierung von Abläufen oder dauerhaften Prozessüberwachung einsetzen.

Einfach Update installieren und los geht’s!

Die CETONI Elements Software unterstützt nun über das Balance-Plugin die Einbindung von Laborwaagen. Zum Release des Plugins ist bereits ein Gerätetreiber für Sartorius Waagen (Entris, ED-, GK- und GW-Waagen) enthalten. Damit können Sie ohne großen Aufwand Ihre bereits vorhandene Sartorius Laborwaage in die CETONI Elements Software einbinden. So erweitern Sie nicht nur Ihr CETONI System um die Möglichkeit, Stoffe, Substanzen oder dosierte Flüssigkeiten zu wiegen, sondern können im Zusammenspiel mit weiterer CETONI Hardware und Ihrer eigenen Analytik, Prozesse nach Belieben synchronisieren oder vollständig automatisieren.

CETONI Elements mit zwei Nemesys Spritzenpumpen und einer Waage

Die Konfiguration der Waagen-Geräte erfolgt, wie Sie es aus der CETONI Elements Software gewohnt sind, über den Gerätekonfigurator. Erzeugen Sie dafür einfach eine neue Konfiguration oder fügen Sie die Waage zu einer bestehenden Konfiguration hinzu und speichern Sie diese ab. Nach der Aktivierung der Konfiguration steht Ihnen die Waage in der Software zur Verfügung.

Elements Device Configurator

In der Software wird Ihnen die Waage dann als normaler analoger Eingangskanal in der Liste der I/O-Kanäle ❶ angezeigt. Sie können dort jederzeit den aktuellen Wert sehen und über das Kontextmenü des Kanals die Waage tarieren. Wie alle anderen analogen Kanäle können Sie auch diesen Kanal im grafischen Logger ❷ oder im CSV-Logger aufzeichnen und zur Erstellung von Regelkanälen verwenden. Durch die Echtzeit-Aufzeichnung des Messwertes im grafischen Logger lassen sich dynamische Gewichtsänderungen, z.B. beim Dosieren in ein Probengefäß, sehr gut visualisieren und verfolgen.

Liste der I/O-Kanäle mit Waagen-Kanal

Der Messkanal der Waage kann über das Scriptsystem gelesen werden und auch das Tarieren der Wage ist über eine Scriptfunktion möglich. Damit lässt sich die Waage unkompliziert in komplexere Analysen und automatisierte Abläufe einbinden.

Cell-on-Chip: In immer mehr Forschungsfeldern wird die Miniaturisierung sowie Übertragung der Zellkulturen und kompletter Assays auf ein Lab-on-a-Chip-System angestrebt. Einerseits wird durch die reduzierten Analysenflächen ein geringer Probeneinsatz notwendig, andererseits ist eine Beobachtung des Zellverhaltens in Echtzeit möglich. Dreh- und Angelpunkt zur erfolgreichen Realisierung solcher Lab-on-a-Chip-Verfahren sind hochpräzise und pulsationsfreie Dosiersysteme. Unsere CETONI Nemesys Spritzenpumpen werden in zahlreichen Laboren, u.a. zur Realisierung mikrofluidischer Analysen eingesetzt.

Wir haben deshalb 10 Tipps zusammengestellt, von denen Einsteiger und erfahrene Forscher bei Ihrer Arbeit profitieren können.

1. Das richtige Chipmaterial

Die Anforderungen an das Chipmaterial für die Zellkultivierung sind hoch. Nicht nur die Biokompatibilität, sondern auch eine hohe Transmissionseigenschaft sollte das Material aufweisen. Daher wird in den meisten Arbeiten auf die Polymere PDMS (Polydimethylsiloxan) oder COC (Cycloolefin-Copolymere) zurückgegriffen. Dennoch besitzt auch PDMS einige Nachteile aufgrund der Gaspermeabilität und es ist nicht beständig gegenüber Chemikalien, wodurch COC oder Glas immer mehr in den Vordergrund rücken.

2. CO2-unäbhängige Zellkulturmedien

CO2-unabhängige Medien sind fertige Formulierungen, die HEPES-(2-(4-(2-Hydroxyethyl)-1-piperazinyl)-ethansulfonsäure)- unabhängig ein Puffersystem, z.B. basierend auf mono- und di-basischen Natriumphosphat und β-Glycerophosphat aufbauen. Für den Erhalt des Puffersystems ist daher die Zufuhr von CO2 nicht notwendig.

3. Abgesetzte Zellreservoire

Im Gegensatz zur Durchflusszellkultivierung werden durch den Einsatz von Kavitäten (herabgesetzte Zellreservoire) die Zellen vor Scherstress geschützt sowie ein positives Mikroklima innerhalb des Reservoirs aufgebaut.

4. Beschichtung begünstigt Zelladhäsion

Für die Förderung der Zelladhäsion sind viele verschiedene nasschemische Beschichtungssubstanzen bekannt. Dabei sind Kollagen, Gelatine oder das Substanzgemisch Matrigel® am meisten verbreitet. Je nach eingesetzter Zellkultur muss die Eignung anhand eines zeitabhängigen Wachstumsprofils untersucht werden.

5. Exakte Steuerung des Flusses

Eine zu hohe Flussrate kann nicht nur die Adhäsion der Zellen verhindern, sondern diese sogar ablösen, beides ist eine Folge zu hoher Scherstresses. Eine zu niedrige Flussrate wiederum würde keine ausreichende Zufuhr mit Nährstoffen für die Zellen bedeuten. Letztendlich muss man einen Kompromiss wählen, bei dem die Flussrate an den Glukoseverbrauch der Zellen angepasst ist.

6. Konstante Temperaturen

Miniaturisierte, zellbasierte Sensoren erlauben durch die Inkubator-unabhängige Beobachtung die ganzheitliche Aussage zu zellphysiologischen Prozessen in Echtzeit. Dafür ist aber die Aufrechterhaltung von 37 °C zur Kultivierung humaner Zellen notwendig. Insofern werden bei der Heizung eines Inkubator-unabhängigen Systems unterschiedliche Ansätze verfolgt. Peltierelemente, Heizfolien oder Objektträger, welche mit einer ITO (Indium Tin Oxide) – Beschichtung versehen wurden. Die ITO Beschichtung bietet bei einer gleichmäßigen Temperaturverteilung auch eine hervorragende optische Transparenz für gleichzeitig-lichtmikroskopische Untersuchungen der Zellkultur.

7. Minimierung von Gasblasen

Neben der generell anzustrebenden luftfreien Befüllung des Systems, ist die größte Herausforderung in der Mikrofluidik verbleibende Gasblasen im Chipsystem zu reduzieren. Sehr häufig werden dafür Medien vorher entgast oder sogennante „Blasen-Fallen“ (engl. bubble traps oder degasser) im Prozess eingesetzt. Diese stellen nicht nur einen apparativen Aufwand und potenzielles Kontaminationsrisiko dar, sondern erschweren darüber hinaus ebenfalls die pulsationsfreie Förderung. Ein anderer Ansatz bedient sich dem Gesetz von Henry, wobei der Anteil des in einer Flüssigkeit gelösten Gases proportional zum Druck ist. Im übertragenen Sinne begünstigt die leichte Druckerhöhung im System die Löslichkeit von kleinsten Gasenblasen im System, welche somit Ihre störende Wirkung verlieren. Diesen Effekt kann man sich durch die richtige Platzierung eines Gegendruckregulators (engl. Abk. BPR (back-pressure-regulator)) zu nutze machen, welcher einen fluidischen Widerstand darstellen und dementsprechend für einen den gewünschten Druckanstieg in Abhängigkeit von der eingestellten Flussrate sorgt (falls für die jeweilige Anwendung geeignet).

8. Ein kontinuierlicher Fluss

Um Zellen möglichst homogenen Bedingungen auszusetzen und kontinuierlich mit Nährstoffen zu versorgen ist ein kontinuierlicher und pulsationsarmen Fluss essentiell. Durch die anschließende Inkubation mit entsprechenden Testsubstanzen lassen sich im Nachhinein aussagekräftige und reproduzierbare Ergebnisse generieren.

9. Kontaminationsrisiko senken

Eine kontaminierte Zellkultur ist ein Albtraum für jeden Zellforscher. Besonders bei der Inkubator-unabhängigen Cell-on-Chip Forschung ist die Gefahr einer Kontamination entsprechend hoch und sollte besonders aufmerksam beobachtet werden. Der Einsatz von speziellen Sterilfiltern vor und nach dem Chipsystem unterstützt dabei die kontaminationsfreie Kultivierung. Besondere Aufmerksamkeit sollte hier natürlich der Fluidanschlusstechnik und dem Fördersystem gelten. Durch den gezielten Einsatz von Einweg- oder autoklavierbaren Komponenten wie Spritzen und Ventilen eignen sich die modularen nemesys Spritzenpumpen hervorragend für diesen Einsatzzweck.

10. Die Zelleinsaat

Der Zelleinsaatprozess im Chipsystem ist besonders kritisch, da die gleichmäßige Zellverteilung einen entscheidenden Einfluss auf die Aussagefähigkeit des Experimentes hat. Das Einbringen der Zellen in ein vollständig assembliertes mikrofluidisches System erfordert entweder etwas Fingerspitzengefühl oder konstruktive Mechanismen, die eine gleichmäßige Zellverteilung gewährleisten. Dabei kann man folgende Methoden zum Zelltrapping unterscheiden: hydrodynamisch, optisch, magnetisch, elektrisch oder akustisch.

Medizin muss heute innovationsgetriebener und personalisierter sein als je zuvor. Deshalb spielt Mikrofluidik bei der Erforschung neuer therapeutischer Ansätze eine entscheidende Rolle. CETONI hat eine klare Mission: Mit innovativen Lösungen befähigen wir unsere Kunden, nicht nur Teil der Entwicklung zu sein, sondern sogar den Takt vorzugeben.

Im Gegensatz zu herkömmlichen Methoden steht bei der individualisierten Medizin weniger die Krankheit, als vielmehr der Mensch im Mittelpunkt. Das vorrangige Ziel sind patientenorientierte Interventionen ohne Zeitverlust und Nebenwirkungen. Durch die Etablierung von In-vitro-Assays, die ein erster Schritt hin zu belastbaren Wirkungsprüfungen darstellen, ist nun der Weg bereitet, um personalisierte Therapien zielgerichtet weiterzuentwickeln und auf Hochdurchsatz hin zu optimieren

Herkömmliche Verfahren stoßen an ihre Grenzen

Zellkultivierungen werden üblicherweise in standartisierten Zellkulturflaschen in einer geregelten CO2-Umgebung durchgeführt. Dabei sorgt die geschlossene Inkubationseinheit für eine konstante Temperatur, hohe Luftfeuchtigkeit und Sterilität. Ein Problem stellt aber die räumliche Trennung der Zellkultur- und Auswerteeinheit dar, aufgrund derer keine ganzheitliche Aussage zum zellphysiologischen Prozess in Echtzeit getroffen werden kann. Mikrofluidische Systeme hingegen eignen sich hervorragend zur gleichzeitigen Analyse verschiedener Testsubstanzen. Daher rückte die Entwicklung einer automatisierten Zellkultur zur Reduktion von Kosten und zeitintensiven Arbeiten sowie zur Echtzeitbeobachtung von Zellen, gerade in Hinblick auf die Entwicklung personalisierter Therapien, in den Mittelpunkt des Interesses.

Die Miniaturisierung eines Laborablaufes von standardisierten In-vitro-Assays im Well-Format auf einen Lab-on-a-Chip System (LoC) ist nach einer kurzen Implementierungsphase äußerst zeit- und kostensparend. Durch die reduzierten Analyseflächen im Chip ist ein geringerer Probeneinsatz notwendig. Diese neue technologische Möglichkeit liefert insbesondere hinsichtlich der Zellkultivierung neue Perspektiven. Dabei können solche Systeme nicht nur den Zelleinsaatprozess automatisiert realisieren und die Versorgung des Zellkulturmediums mit Nährstoffen sicherstellen, sondern auch die toxische Stimulation der Zellen in Echtzeit gewährleisten. Durch die Verwendung kleinster Zellkulturflächen wird nur eine geringe Anzahl an Zellen benötigt, die bei kontrollierter Zellversorgung (automatisiertes Pump-, Versorgungssystem und Heizeinheit) in Echtzeit (Real-Time) untersucht werden können. Das Pumpsystem erlaubt zudem eine automatisierte Kultivierung.

Die Spritzenpumpe bietet aufgrund des volumetrischen Förderprinzips und der minimierten Pulsation enorme Vorteile für mikrofluidische Anwendungen. Sie hat aber auch einen großen Nachteil gegenüber anderen Pumpen: Die Förderung endet naturgemäß, sobald die Spritze leer ist. Deshalb kommt die Spritzenpumpe vermehrt zum Einsatz bei Anwendungen, wo dies keine Rolle spielt, weil der Prozess pausiert und die Spritze wieder befüllt werden kann, wie z.B. das Füllen einzelner Kavitäten beim Pipettieren.

Bei vielen Anwendungen – vor allem in der Flow Chemie – wäre eine Unterbrechung nicht möglich, da diese den stabilen Zustand (steady state) stören würde, der sich bereits zu Beginn des Prozesses durch den Fluss der Eluenten (miteinander reagierende Chemikalien) eingestellt hat.

Dieses Problem lässt sich lösen, indem man pro Dosierkanal zwei Spritzenpumpen einsetzt, die alternierend arbeiten. Das heißt, wenn die erste Spritze leer ist, übernimmt die zweite Spritze die Förderung, während mittels eines 3/2-Wege Ventils die erste Pumpe aus einem Reservoir wieder befüllt wird. Anschließend übernimmt die erste Spritze wieder die Förderung, und die zweite Spritze wird erneut befüllt.

Um keine harten Schaltimpulse zu erzeugen, müssen beim Umschalten von der einen auf die andere Pumpe, statt des abrupten Stoppens, flachere Beschleunigungs- und Bremsrampen (Crossflow) gefahren werden. Bei Anwendungen unter höheren Drücken reicht das allerdings nicht aus, um sämtliche Druck- bzw. Flussratenimpulse zu vermeiden, da das gesamte mechanisch-fluidische System (inkl. der gerade fördernden Pumpe) vorgespannt ist, während die wieder befüllte, auf ihren Einsatz wartende Pumpe unter Atmosphärendruck steht. Verbindet man nun durch Schalten des 3/2-Wege Ventils diese wieder befüllte Pumpe mit der Applikation, findet ein Druckausgleich statt, der einen Ausgleichsstrom nach sich zieht. Folglich fließt ein gewisses Volumen von der bedruckten Applikation in die unbedruckte Pumpe. Die Flussrate in der Applikation wird dadurch gesenkt und kann im schlimmsten Falle sogar kurzzeitig negativ werden. Das gilt es zu vermeiden.

Abhilfe schaffen wir, indem wir den Druck der wieder befüllten Pumpe vor dem Hinzuschalten zur Applikation ebenfalls erhöhen, und zwar bis auf den selben Druck, der in der Applikation herrscht. Dies realisieren wir mittels zweier Druckmesser, mehrerer Ventile und einer intelligenten Software-Implementierung. Dabei wird die wieder befüllte Pumpe zunächst gegen geschlossene Ventile gefahren und dabei ein Druckvergleich der beiden Pumpen vorgenommen. Anhand der vom Anwender definierten Parameter wird dabei nach kurzer Zeit das Akzeptanzkriterium erreicht, bei welchem von einer Druckgleichheit ausgegangen wird und somit das Ventil zur Applikation geöffnet werden kann.

Da im Moment des Hinzuschaltens beide Drücke gleich sind, gibt es keinen Druckausgleich, somit auch keinen Volumenausgleichsstrom. Die Druck- und Volumenverhältnisse in der Applikation bleiben wie gewünscht konstant. Es entsteht ein kontinuierlicher pulsationsfreier Fluss (Conti Flow).

Als Sir Alexander Fleming 1928 das Penicillin entdeckte, da war das eher ein Zufall. Er hatte eine Bakterienkultur im Labor vergessen und stellte später fest, dass darauf ein Schimmelpilz gewachsen war, der sich die Bakterien in seiner Umgebung „vom Leib halten“ konnte. Für einen Forscher wie Fleming lag es nahe, herauszufinden, wie dieser Pilz das macht, und den Wirkstoff, den er dazu produziert, zu extrahieren.

Mithilfe des Penicillins war es möglich, bakteriologische Infektionen zu heilen, an denen zuvor viele Menschen – verursacht oft nur durch eine kleine blutende Wunde mit Verunreinigungen – gestorben waren. Doch die Entdeckung und auch der erste massenhafte Einsatz von Penicillin ist lange her. Im Laufe der Jahre wurden weitere antibiotisch wirksame Substanzen gefunden und genutzt. Mittlerweile ist die Menschheit aber an einem Punkt angekommen, wo dringend ganz neue Wirkstoffe benötigt werden, da verschiedene Bakterienstämme Resistenzen gegen die bekannten Antibiotika entwickelt haben und sich mit diesen nicht mehr bekämpfen lassen.

Fleming kommentierte seine Entdeckung einmal mit den Worten: „Manchmal findet jemand etwas, wonach er gar nicht gesucht hat.“ Aber längst ist es an der Zeit, aktiv nach solchen neuen Wirkstoffen zu suchen und nicht auf den Zufall zu hoffen. Aber wo suchen? Im Boden! Ein Kubikzentimeter Boden enthält in etwa eine Milliarde Lebewesen. Könnte man die verschiedenen enthaltenen Spezies alle kultivieren und untersuchen, dann stünden die Chancen, einen oder gar mehrere erfolgversprechende Kandidaten zu finden, gar nicht so schlecht. Ausgebracht auf eine Agarplatte (Petrischale mit Nährmedium) vermehren sich die Mikroorganismen und bilden Kolonien – allerdings verhindern einige wenige schnellwachsende Spezies, dass viele sich langsamer vermehrende Organismen zum Zuge kommen – diese werden unterdrückt und können somit nicht charakterisiert werden. Im Boden können sie existieren, offenbar weil sie dort entsprechende Nischen besetzen. Also muss man ihnen auch für die Kultivierung eine Nische anbieten.

Und hier kommt die Mikrofluidik ins Spiel: Ein wunderbares Tool aus dem mikrofluidischen Werkzeugkasten ist der kompartimentierte Fluss (engl. segmented flow), welcher in Mikroreaktoren mit kleinen Kanälen (Durchmesser 100…200 µm) erzeugt wird. Hierbei wird in einen Trägerstrom einer unpolaren Flüssigkeit („Öl“) an einem Kreuzungspunkt eine zweite, polare Flüssigkeit („Wasser“) hinzudosiert. Da sich die beiden nicht mischen, reißen einzelne Wassertropfen ab und schwimmen im Ölstrom mit. Und zwar mit sehr definierten und gleichbleibenden Tropfengrößen, -abständen, und jeweils voneinander getrennt durch das Öl. In kürzester Zeit lassen sich große Mengen solcher Tropfen erzeugen, und hat man als Wasser den Bodenaufschluss in der richtigen Konzentration (verdünnt) verwendet, dann befinden sich in jedem Tropfen nur ein einzelner oder ganz wenige Organismen – in ihrer eigenen Nische, wo sie sich möglicherweise vermehren und eine Kultur bilden können. Perlenschnurartig aufgereiht in einer Spule aus dünnem Schlauch lassen sie sich gut in einen Inkubator verbringen, in dem die geeigneten Kulturbedingungen herrschen.

Für die definierte Erzeugung solcher kompartimentierter Flüsse in solch kleinen Strukturen werden hochpräzise, pulsationsfreie und gut steuerbare Pumpen benötigt – wie die Niederdruck-Spritzenpumpe Nemesys 290N von CETONI. Dank ihrer hervorragenden Dosiereigenschaften können in geeigneten Mikroreaktoren auch noch Substanzen (z.B. Nährstoffe) in die einzelnen Tröpfchen hineindosiert sowie eine Detektion der Trübung und ein Sortieren und gezieltes Ausschleusen von erfolgversprechenden Tröpfchen durchgeführt werden. Die zugehörige Software CETONI Elements (QmixElements) sorgt dabei für eine komfortable und intuitive Bedienung durch den Anwender. Vielleicht wird man mit dieser Methode eines Tages fündig. Es ist zwar wie die berühmte Suche nach der Stecknadel im Heuhaufen, aber durch mikrofluidische Methoden und hochwertige Gerätetechnik wird diese Suche miniaturisiert und automatisiert ermöglicht.

In unserer Rubrik #CETONIacademy diskutieren wir künftig in regelmäßigen Abständen Grundlagen der Mikrofluidik. Den Anfang machen wir mit dem Begriff „pulsationsfrei“, denn nichts ist in der Mikrofluidik essentieller als ein gleichmäßiger Fluidstrom.

Was versteht man unter pulsationsfrei?

Die Mikrofluidik zeichnet sich durch Anwendungen mit kleinsten Strömen in kleinsten Kavitäten aus. Zahlreiche Anwendungen so zum Beispiel in der Flow Chemie setzen gleichmäßige – pulsationsfreie – Flüssigkeitsströme voraus, um kontinuierlich gleiche Mischverhältnisse zu gewährleisten, und dies auch in kleinsten Zeitskalen. Auch beim Erzeugen und Manipulieren kompartimentierter Ströme in der Bio-Chemie ist ein gleichmäßiger Fluidstrom notwendig.

Pulsationen bezeichnen in der Mikrofluidik Schwingungen der tatsächlichen Flussrate, wobei die gemittelte Flussrate durchaus korrekt sein kann. Bei extrem kleinen Flussraten, wie sie in der Mikrofluidik naturgemäß vorkommen, können Pulsationen, relativ betrachtet, groß sein und sich entsprechend negativ auf kleinskalige Prozesse auswirken. Wenngleich eine absolute Pulsationsfreiheit in der Mechanik technisch nicht möglich ist, so können die Pulsationen dennoch so weit reduziert werden, dass diese mit den existierenden Messmitteln und -methoden nicht mehr messbar sind oder keinen Einfluss auf den Anwendungsprozess haben. Dann sprechen wir von „pulsationsfrei“.

Mit dem Auto blind um die Kurve fahren

Spritzenpumpen ermöglichen volumetrisches Fördern mittels Verdrängung des Volumens durch einen Kolben definierten Querschnittes, der mit einer definierten Geschwindigkeit verfahren wird. Um mit einer Spritzenpumpe eine konstante Flussrate zu erzeugen, ist ein extrem gleichmäßiger Lauf der lateralen Verfahrbewegung des Spritzenkolbens notwendig. Hier stoßen handelsübliche Spritzenpumpen oft an ihr Limit, denn ihr Antrieb ist häufig stark auflösungsbegrenzt, was wiederum Pulsationen zur Folge hat. Doch gerade die Auflösung der Messelemente der Pumpe (Encoder) ist entscheidend.

Die laterale Verfahrbewegung des Kolbens muss durch ein im Regelkreis betriebenes Antriebssystem erzeugt werden. Üblicherweise wird hierfür die Drehbewegung eines Elektromotors über einen Spindeltrieb in eine Linearbewegung umgesetzt. Ein Positionsregler kontrolliert dabei in regelmäßigen – möglichst kleinen – Abständen die Ist-Position, respektive den Drehwinkel, des Motors und vergleicht sie mit der Soll-Position zum jeweiligen Zeitpunkt. Aus der ermittelten Soll-Ist-Abweichung ergibt sich, inwieweit die Stellgröße des Motors mittels Motorstromanpassung nachgeregelt werden muss. Eine geringe Auflösung des Positionssensors führt insbesondere bei langsamen Bewegungen zu großen Abstandsintervallen der Messung. Der Controller erhält folglich nur in relativ großen Zeitabständen Informationen zur tatsächlichen Position des Kolbens, was wiederum das Nachregeln erschwert und in der Folge zu Geschwindigkeitsschwankungen führt.

Die Systematik wird am folgenden Beispiel deutlicher: Stellen wir uns einen Regelkreis vor, bei dem ein Autofahrer eine gewisse Strecke hinter sich legen muss, seine Augen zum Korrigieren seiner Position allerdings nur alle 2 Sekunden kurz öffnen darf. Mag das Experiment auf gerader Strecke mit einer Geschwindigkeit von 20 km/h noch funktionieren, wird das Fahren einer Kurve (Störgröße) kaum möglich sein. Der Fahrweg dürfte weniger einer Kurve als einem Polygon entsprechen, da der Fahrer beim Öffnen seiner Augen die Soll-Ist-Abweichungen seiner Position durch entsprechend starken Lenkeinschlag zu korrigieren versucht, um nicht von der Straße abzukommen.

Höchste Auflösung – höchste Qualität

Niedrige Abtastraten führen beim Spritzenantrieb zu ständigem Nachregeln durch Erhöhen oder Senken des Motorstroms. Ein sauberer Rundlauf kommt nicht zu Stande. Es entstehen Pulsationen. Bei CETONI setzen wir deshalb auf qualitativ hochwertigste Komponenten und statten unsere Spritzenpumpen mit Antrieben aus, deren Auflösung im Submikrometerbereich liegt. Die Pulsation unserer Antriebe ist folglich so gering, dass sie für die im Moment etablierten mikrofluidischen Verfahren keine Rolle spielt. Die neMESYS Spritzenpumpen eignen sich somit für mikrofluidische Applikationen, die extremste Genauigkeit erfordern.

Unser Innovationsgeist und die fortschreitende Miniaturisierung der Chemie treibt uns an, uns nicht auf dem Erreichten auszuruhen, sondern unsere Mikrofluidik-Systeme ständig weiter zu entwickeln und zu verbessern. Nur so werden wir unserer Vision gerecht und können Spitzenforschung und Entwicklung auf höchstem Niveau ermöglichen.

Viele Applikationen erfordern eine vom Spritzenvolumen unabhängige und somit unterbrechungsfreie Medienversorgung. Für solche Fälle haben wir nun eine simple und effektive Lösung in Form einer kompakten Ventileinheit geschaffen, als ideale Ergänzung zu unseren neMESYS Nieder- und Mitteldruckmodulen. In Kombination mit einer Neuheit im Konfigurationsdialog des kontinuierlichen Flussmodus unserer QmixElements Software, dem druckgesteuerten Schalten, kann die kontinuierliche Dosierung einfach und schnell realisiert werden. Dafür werden zwei mit diesem Spezialventil ausgestattete Spritzenpumpen optimal im Umschaltverhalten synchronisiert, wodurch ein geschmeidiger Übergang beim Spritzenwechsel erzielt wird.

Produktdetails

Die Kombination von zwei unabhängig getakteten 2/2-Wege-Ventilen und einem Drucksensor (bis max. 10 bar) ermöglicht Ihnen die Realisierung der kontinuierlichen Förderung ganz einfach und bequem – egal ob für unsere Niederdruck oder Mitteldruck Spritzenpumpe.

Durch die ausgefeilte Ventileinheit werden zwei 2/2-Wege-Ventile sowie ein Drucksensor pro Modul in einem kompaktem Bauteil zusammengefasst und ermöglichen Ihnen eine schnelle, übersichtliche Fluidkonnektierung.

Eingangsseitig wird die gewählte Spritze direkt in die Ventileinheit geschraubt und ist somit auf dem Modul fixiert. Die Anschlüsse für Applikation und Reservoir befinden sich auf der gegenüberliegenden Seite und sind mit RES und APP beschriftet. Das Aufleuchten der LED unter dem jeweiligen Anschluss zeigt die aktuelle Schaltstellung an. Als medienberührende Teile sind PPS, FKM und Al2O3 in der Ventileinheit verbaut.

Anzeige der Ventilschaltstellung (Application / Reservoir) durch LEDs
Anzeige der Ventilschaltstellung (Application / Reservoir) durch LEDs

Für den kontinuierlichen Betrieb verbinden Sie die beiden RES-Anschlüsse mit Ihrem Reservoir (im Bild gelb) und die APP-Anschlüsse beider Pumpen, zum Beispiel über ein T-Stück, mit Ihrer Applikation (im Bild blau). Die Ventileinheit hat dafür drei fluidische Anschlüsse mit ¼“-28 UNF Innengewinde.

Folgende Übersicht verdeutlicht, wie drei zuvor getrennte Produkte, zwei Ventile und ein Drucksensor, nun in einem Produkt kompakt und übersichtlich vereint sind.

Produktübersicht

• 3/4-Wege-Ventil (10 bar max.)
• integrierter Drucksensor (20 bar)
• Medienberührende Teile: PPS, FKM, AI2O3
• für Nieder- und Mitteldruck Spritzenpumpe neMESYS

Ausführliche Informationen und technische Details zu unserem neuen 3/4-Wege Contiflow-Ventil finden Sie auf unserer Produktseite. Wir unterstützen Sie gern in der Realisierung Ihres individuellen Setups zur kontinuierlichen Medienförderung.

Mit der neuen Python Integration für das Qmix SDK entwickeln Sie in kürzester Zeit kleine Anwendungen, auomatisieren bestimme Dosierprozesse oder realisieren eigene Analysen. Der Hauptvorteil von Python ist dabei die einfache Programmierung, wodurch die Zeit für die Entwicklung, Fehlerbehebung und Wartung des Codes spürbar minimiert wird. In dem folgenden Beispiel zeigen wir Ihnen, wie einfach und schnell Sie eine Anwendung mit Python und dem Qmix SDK realisieren können.

Installation

Zur Installation verwenden Sie einfach das Qmix SDK Installationspaket für Windows. Das SDK wird in einen Ordner Ihrer Wahl installiert.

Einbindung

Zur Einbindung des Qmix SDK in Ihr Python Script müssen Sie den Pfad, der die Qmix SDK Module enthält zum Modulsuchpfad hinzufügen. Damit Python die Shared Libraries (DLLs) des SDK laden kann, müssen Sie dann noch den Pfad, der die DLLs enthält zum Windows Suchpfad hinzufügen. Alle Details dazu finden Sie auch in der Online Dokumentation.

import sys
import os
QMIXSDK_DIR = "C:/temp/QmixSDK-64bit_20180626"
sys.path.append(QMIXSDK_DIR + "/lib/python")
os.environ['PATH'] += os.pathsep + QMIXSDK_DIR

Jetzt können Sie die einzelnen Module der Qmix SDK Python Integration importieren.

from qmixsdk import qmixbus
from qmixsdk import qmixpump

Die erste Python Anwendung

Danach können Sie mit der Entwicklung Ihrer ersten Anwendung beginnen. Das folgende Programm zeigt ein kleines Beispiel. Zuerst wird ein Bus Objekt angelegt, mit dem Pfad zur einer Gerätekonfiguration initialisiert und dann die Kommunikation gestartet. Danach erzeugen wir ein Pumpenobjekt und verbinden es mit der ersten Pumpe im SDK – Geräteindex 0. Testweise geben wir den Namen der Pumpe mit der print Funktion aus.

def main():
"""
A small example that shows how to use the Qmix SDK for Python
"""
bus = qmixbus.Bus()
bus.open("testconfig_qmixsdk", "")
bus.start()
pump = qmixpump.Pump()
pump.lookup_by_device_index(0)
print(pump.get_device_name())

Im nächsten Schritt führen wir mit calibrate eine Referenzfahrt durch um die Nullposition der Pumpe zu bestimmen. Vor der Referenzfahrt löschen wir noch eventuell vorhandene Fehler (clear_fault) und setzen die Pumpe betriebsbereit (enable). Mit Hilfe eines Timers warten wir dann, bis die Kalibrierung beendet ist.

pump.clear_fault()
pump.enable(True)
pump.calibrate()
timeout_timer = qmixbus.PollingTimer(10000)
result = timeout_timer.wait_until(pump.is_calibration_finished, True)
print(result)

Die Pumpe ist nun initialisiert und wir können mit der Dosierung beginnen. Dafür setzen wir die Einheiten für Volumen und Flussrate auf Milliliter und Milliliter pro Sekunde. Testweise lassen wir uns die Einheit für den Fluss mit der print Funktion ausgeben. Dann konfigurieren wir die Spritze, die verwendet werden soll. Wir verwenden eine Spritze mit 1 mm Innendurchmesser und 60 mm Kolbenhub. In Zeile 41 starten wir die Aufnahme (aspirate) von 0.02 ml mit eine Flussrate von 0.004 ml/s. Mit einem Timer warten wir wieder, bis die Dosierung beendet ist.

pump.set_volume_unit(UnitPrefix.milli, VolumeUnit.litres)
pump.set_flow_unit(UnitPrefix.milli, VolumeUnit.litres, TimeUnit.per_second)
print(pump.get_flow_unit()
pump.set_syringe_param(1, 60)
print(pump.get_syringe_param())
print(pump.get_volume_max())
print(pump.get_flow_rate_max())
pump.aspirate(0.02, 0.004)
timeout_timer.set_period(10000)
result = timeout_timer.wait_until(pump.is_pumping, False)
print(result)

Am Endes des Programms stoppen wir die Kommunikation und rufen die close Funktion des Bus Objektes auf, um alle Ressourcen wieder freizugeben.

bus.stop()
bus.close()

Wir hoffen, Sie haben einen kleinen Eindruck davon bekommen, wie leistungsfähig und gleichzeitig einfach das Qmix SDK für Python ist. Das Python Beispiel aus diesem Blogbeitrag können Sie hier herunterladen.