CETONI Elements unterstützt nun Feinwaagen!

Die Einbindung einer hochauflösenden Feinwaage in Ihrer Applikation bietet Ihnen an jeder Stelle in Ihrem Prozess ein präzise Aussage und somit zusätzliche Sicherheit. Mit Hilfe unserer flexiblen Laborautomationssoftware CETONI Elements können Sie ab sofort Feinwaagen in Ihren Prozess integrieren und zur gezielten Steuerung Ihrer hoch-präzisen Dosierung, Automatisierung von Abläufen oder dauerhaften Prozessüberwachung einsetzen.

Einfach Update installieren und los geht’s!

Die CETONI Elements Software unterstützt nun über das Balance-Plugin die Einbindung von Laborwaagen. Zum Release des Plugins ist bereits ein Gerätetreiber für Sartorius Waagen (Entris, ED-, GK- und GW-Waagen) enthalten. Damit können Sie ohne großen Aufwand Ihre bereits vorhandene Sartorius Laborwaage in die CETONI Elements Software einbinden. So erweitern Sie nicht nur Ihr CETONI System um die Möglichkeit, Stoffe, Substanzen oder dosierte Flüssigkeiten zu wiegen, sondern können im Zusammenspiel mit weiterer CETONI Hardware und Ihrer eigenen Analytik, Prozesse nach Belieben synchronisieren oder vollständig automatisieren.

CETONI Elements mit zwei Nemesys Spritzenpumpen und einer Waage

Die Konfiguration der Waagen-Geräte erfolgt, wie Sie es aus der CETONI Elements Software gewohnt sind, über den Gerätekonfigurator. Erzeugen Sie dafür einfach eine neue Konfiguration oder fügen Sie die Waage zu einer bestehenden Konfiguration hinzu und speichern Sie diese ab. Nach der Aktivierung der Konfiguration steht Ihnen die Waage in der Software zur Verfügung.

Elements Device Configurator

In der Software wird Ihnen die Waage dann als normaler analoger Eingangskanal in der Liste der I/O-Kanäle ❶ angezeigt. Sie können dort jederzeit den aktuellen Wert sehen und über das Kontextmenü des Kanals die Waage tarieren. Wie alle anderen analogen Kanäle können Sie auch diesen Kanal im grafischen Logger ❷ oder im CSV-Logger aufzeichnen und zur Erstellung von Regelkanälen verwenden. Durch die Echtzeit-Aufzeichnung des Messwertes im grafischen Logger lassen sich dynamische Gewichtsänderungen, z.B. beim Dosieren in ein Probengefäß, sehr gut visualisieren und verfolgen.

Liste der I/O-Kanäle mit Waagen-Kanal

Der Messkanal der Waage kann über das Scriptsystem gelesen werden und auch das Tarieren der Wage ist über eine Scriptfunktion möglich. Damit lässt sich die Waage unkompliziert in komplexere Analysen und automatisierte Abläufe einbinden.

Cell-on-Chip: In immer mehr Forschungsfeldern wird die Miniaturisierung sowie Übertragung der Zellkulturen und kompletter Assays auf ein Lab-on-a-Chip-System angestrebt. Einerseits wird durch die reduzierten Analysenflächen ein geringer Probeneinsatz notwendig, andererseits ist eine Beobachtung des Zellverhaltens in Echtzeit möglich. Dreh- und Angelpunkt zur erfolgreichen Realisierung solcher Lab-on-a-Chip-Verfahren sind hochpräzise und pulsationsfreie Dosiersysteme. Unsere CETONI Nemesys Spritzenpumpen werden in zahlreichen Laboren, u.a. zur Realisierung mikrofluidischer Analysen eingesetzt.

Wir haben deshalb 10 Tipps zusammengestellt, von denen Einsteiger und erfahrene Forscher bei Ihrer Arbeit profitieren können.

1. Das richtige Chipmaterial

Die Anforderungen an das Chipmaterial für die Zellkultivierung sind hoch. Nicht nur die Biokompatibilität, sondern auch eine hohe Transmissionseigenschaft sollte das Material aufweisen. Daher wird in den meisten Arbeiten auf die Polymere PDMS (Polydimethylsiloxan) oder COC (Cycloolefin-Copolymere) zurückgegriffen. Dennoch besitzt auch PDMS einige Nachteile aufgrund der Gaspermeabilität und es ist nicht beständig gegenüber Chemikalien, wodurch COC oder Glas immer mehr in den Vordergrund rücken.

2. CO2-unäbhängige Zellkulturmedien

CO2-unabhängige Medien sind fertige Formulierungen, die HEPES-(2-(4-(2-Hydroxyethyl)-1-piperazinyl)-ethansulfonsäure)- unabhängig ein Puffersystem, z.B. basierend auf mono- und di-basischen Natriumphosphat und β-Glycerophosphat aufbauen. Für den Erhalt des Puffersystems ist daher die Zufuhr von CO2 nicht notwendig.

3. Abgesetzte Zellreservoire

Im Gegensatz zur Durchflusszellkultivierung werden durch den Einsatz von Kavitäten (herabgesetzte Zellreservoire) die Zellen vor Scherstress geschützt sowie ein positives Mikroklima innerhalb des Reservoirs aufgebaut.

4. Beschichtung begünstigt Zelladhäsion

Für die Förderung der Zelladhäsion sind viele verschiedene nasschemische Beschichtungssubstanzen bekannt. Dabei sind Kollagen, Gelatine oder das Substanzgemisch Matrigel® am meisten verbreitet. Je nach eingesetzter Zellkultur muss die Eignung anhand eines zeitabhängigen Wachstumsprofils untersucht werden.

5. Exakte Steuerung des Flusses

Eine zu hohe Flussrate kann nicht nur die Adhäsion der Zellen verhindern, sondern diese sogar ablösen, beides ist eine Folge zu hoher Scherstresses. Eine zu niedrige Flussrate wiederum würde keine ausreichende Zufuhr mit Nährstoffen für die Zellen bedeuten. Letztendlich muss man einen Kompromiss wählen, bei dem die Flussrate an den Glukoseverbrauch der Zellen angepasst ist.

6. Konstante Temperaturen

Miniaturisierte, zellbasierte Sensoren erlauben durch die Inkubator-unabhängige Beobachtung die ganzheitliche Aussage zu zellphysiologischen Prozessen in Echtzeit. Dafür ist aber die Aufrechterhaltung von 37 °C zur Kultivierung humaner Zellen notwendig. Insofern werden bei der Heizung eines Inkubator-unabhängigen Systems unterschiedliche Ansätze verfolgt. Peltierelemente, Heizfolien oder Objektträger, welche mit einer ITO (Indium Tin Oxide) – Beschichtung versehen wurden. Die ITO Beschichtung bietet bei einer gleichmäßigen Temperaturverteilung auch eine hervorragende optische Transparenz für gleichzeitig-lichtmikroskopische Untersuchungen der Zellkultur.

7. Minimierung von Gasblasen

Neben der generell anzustrebenden luftfreien Befüllung des Systems, ist die größte Herausforderung in der Mikrofluidik verbleibende Gasblasen im Chipsystem zu reduzieren. Sehr häufig werden dafür Medien vorher entgast oder sogennante „Blasen-Fallen“ (engl. bubble traps oder degasser) im Prozess eingesetzt. Diese stellen nicht nur einen apparativen Aufwand und potenzielles Kontaminationsrisiko dar, sondern erschweren darüber hinaus ebenfalls die pulsationsfreie Förderung. Ein anderer Ansatz bedient sich dem Gesetz von Henry, wobei der Anteil des in einer Flüssigkeit gelösten Gases proportional zum Druck ist. Im übertragenen Sinne begünstigt die leichte Druckerhöhung im System die Löslichkeit von kleinsten Gasenblasen im System, welche somit Ihre störende Wirkung verlieren. Diesen Effekt kann man sich durch die richtige Platzierung eines Gegendruckregulators (engl. Abk. BPR (back-pressure-regulator)) zu nutze machen, welcher einen fluidischen Widerstand darstellen und dementsprechend für einen den gewünschten Druckanstieg in Abhängigkeit von der eingestellten Flussrate sorgt (falls für die jeweilige Anwendung geeignet).

8. Ein kontinuierlicher Fluss

Um Zellen möglichst homogenen Bedingungen auszusetzen und kontinuierlich mit Nährstoffen zu versorgen ist ein kontinuierlicher und pulsationsarmen Fluss essentiell. Durch die anschließende Inkubation mit entsprechenden Testsubstanzen lassen sich im Nachhinein aussagekräftige und reproduzierbare Ergebnisse generieren.

9. Kontaminationsrisiko senken

Eine kontaminierte Zellkultur ist ein Albtraum für jeden Zellforscher. Besonders bei der Inkubator-unabhängigen Cell-on-Chip Forschung ist die Gefahr einer Kontamination entsprechend hoch und sollte besonders aufmerksam beobachtet werden. Der Einsatz von speziellen Sterilfiltern vor und nach dem Chipsystem unterstützt dabei die kontaminationsfreie Kultivierung. Besondere Aufmerksamkeit sollte hier natürlich der Fluidanschlusstechnik und dem Fördersystem gelten. Durch den gezielten Einsatz von Einweg- oder autoklavierbaren Komponenten wie Spritzen und Ventilen eignen sich die modularen nemesys Spritzenpumpen hervorragend für diesen Einsatzzweck.

10. Die Zelleinsaat

Der Zelleinsaatprozess im Chipsystem ist besonders kritisch, da die gleichmäßige Zellverteilung einen entscheidenden Einfluss auf die Aussagefähigkeit des Experimentes hat. Das Einbringen der Zellen in ein vollständig assembliertes mikrofluidisches System erfordert entweder etwas Fingerspitzengefühl oder konstruktive Mechanismen, die eine gleichmäßige Zellverteilung gewährleisten. Dabei kann man folgende Methoden zum Zelltrapping unterscheiden: hydrodynamisch, optisch, magnetisch, elektrisch oder akustisch.

In ihrer neuesten Veröffentlichung hat ein Team von Mohammad A. Qasaimeh, an der New York University Abu Dhabi, einen neuen Meilenstein für die “open-space”-Mikrofluidik auf dem Gebiet der Zellbiologie gesetzt. Die Forscher entwickelten ein neuartiges “open-space”-Mikrofluidiksystem für die sequentielle Zelltrennung und -strukturierung auf Grundlage von Dielektrophorese, mit dem eine Zellreinheit von ~90 % möglich ist.

Die Hochpräzisionsspritzenpumpen wurden zur Erzeugung eines Flusses von der Injektions- zur Aspirationsöffnung verwendet, um eine hydrodynamische Flusseinschließung zu erzeugen, innerhalb derer die Zellseparation stattfand.

Labor Setup

Für die Forschungsarbeiten wurden speziell entwickelte und 3D-gedruckte Mikrofluidik-Chips verwendet. Basierend auf der Hele-Shaw-Zell-Approximation wurde die Strömung zwischen zwei parallelen flachen Platten durch gleichzeitige Injektion und Aspiration von Flüssigkeiten aus der mikroelektrofluidischen Sonde erzeugt. Die Elektrophoresekräfte wurden dann verwendet, um die Zielzellen aus dem Flussstrom zu isolieren und sie nacheinander auf dem unteren Substrat zu strukturieren. Auf Grundlage dieser Methode wurde eine Zellreinheit von bis zu ~90% erreicht, die durch Fluoreszenzmikroskopie charakterisiert wurde.

Mit ihrer Veröffentlichung im Journal Lab on a Chip im vergangenen Jahr haben Qasaimeh et al. neue Werkzeuge zur Verfügung gestellt, um spezifische Zellen aus einer heterogenen Zellpopulation ohne Mikrokanäle zu trennen und damit eine wichtige Grundlagen für dieses Forschungsgebiet gelegt.

Labor Setup Zell Separation

Der Aufbau für die Untersuchung der Freiflächen-Mikrofluidik zur Zellseparation konnte mit einem modularen und hochpräzisen CETONI-Dosiersystem realisiert werden. Um kontinuierliche Multipole zur Zelltrennung mit hoher Isolationseffizienz zu erzeugen, ist ein extrem gleichmäßiger und pulsationsfreier Flüssigkeitsstrom erforderlich. Die CETONI Nemesys Präzisionsspritzenpumpen sind ideal geeignet für die exakte und sanfte Dosierung kleinster Flüssigkeitsmengen. Dank ihrer Modularität kann der Aufbau auch jederzeit erweitert werden, was dem Forschungsteam volle Flexibilität bei seiner Arbeit ermöglicht.

Verwendete CETONI-Geräte

• Base 120
• Spritzenpumpen: 6x CETONI Nemesys Niederdruckmodul

Literatur
A. T. Brimmo, A. Menacherya, M. A. Qasaimeh: Microelectrofluidic probe for sequential cell separation and patterning. 2019, (19), 4052-4063. DOI: 10.1039/C9LC00748B

Im zweiten Teil des Tutorials erfahren Sie, wie Sie mit Hilfe von JavaScript Funktionen sinusförmige Flussprofile erzeugen können. Dafür ändern Sie das Script aus dem ersten Teil so ab, dass statt eines Sägezahnprofils ein Sinusprofil erzeugt wird. Bevor Sie mit diesem zweiten Teil starten, können Sie hier den ersten Teil des Tutorials lesen.

Wichtig
Für dieses Tutorial benötigen Sie die QmixElements Version v20191121 oder eine neuere Version. Wenn Sie noch eine ältere Version verwenden, aktualisieren Sie bitte auf die aktuellste QmixElements Version.

Aktuelle QmixElements Version

Vorbereitung

Konfigurieren Sie Ihr System, wie im ersten Teil des Tutorials beschrieben und stellen Sie dann die Verbindung zu Ihren Geräten her. Wenn Sie nicht über entsprechende Geräte verfügen, können Sie das Tutorial auch gern mit simulierten Geräten nachvollziehen. Das QmixElements Projekt mit simulierten Geräten und dem im ersten Tutorial erstellten Script können Sie hier herunterladen.

Öffnen Sie nun das Script Tutorial_Sawtooth_Profile.qsc, welches Sie im ersten Teil des Tutorials erstellt haben und speichern Sie dieses dann unter einem neuen Namen ab. Sie sollten dann das folgende Programm in Scripteditor sehen.

Teil 2 – Script zur Generierung eines Sinusprofils

Ziel dieses Scripts soll es sein, mit einer Pumpe ein Flussprofil in Form eines Sinus von 0 bis zur definierten Zielflussrate zu generieren und mit der zweiten Pumpe den Fluss der ersten Pumpe so zu ergänzen, dass die Summe der beiden Flüsse zu einem konstanten Fluss mit einer definierten Flussrate führt.

Zur Erzeugung des Profils muss die Flussrate der Pumpe schrittweise so verändert werden, dass im zeitlichen Verlauf ein Sinus-Profil entsteht. Die Anzahl der Schritte zur Erzeugung des Sinus-Profils, d.h. die Auflösung, soll auf 100 Schritte für einen Sinus festgelegt werden. In dem bisherigen Sägezahn-Script hatten Sie die Anzahl der Schritte auf 20 festgelegt. Ändern Sie deshalb den Wert der Variable $GradientSteps auf 100.

Auflösung (Schrittanzahl) für ein Sinusprofil anpassen

Löschen Sie nun die beiden Generate Flow Funktionen, wie in der Abbildung unten dargestellt. Markieren Sie dafür beide Funktionen und löschen Sie diese anschließend über das Kontextmenü (rechte Maustaste) oder durch Drücken der Entfernen Taste.

Fügen Sie nun eine neue Variable vor die beiden vorhandenen Variablen in die Zählschleife (Counting Loop) ein. Nennen Sie die Variable $Sinus und wählen Sie im Type Feld JavaScript Expression aus.

Die $Sinus Variable dient dazu, die Berechnung des Sinus-Wertes für die weitere Bearbeitung zu speichern. Für die Berechnung des Sinus Wertes, verwenden Sie die JavaScript Funktion Math.sin() zusammen mit der Konstante Math.PI. In das Eingabefeld für den JavaScript Ausdruck geben Sie Folgendes ein:

Math.sin(2 * Math.PI / ($GradientSteps – 1) * $i)

Der Schleifenzähler $i läuft von 0 bis zur Anzahl der $GradientSteps – 1. Zur Berechnung des aktuellen Sinuswertes wird die Periode 2π durch die Anzahl die Schritte – 1 geteilt und dann mit dem aktuellen Schritt $i multipliziert.

Um den berechneten Wert der $Sinus Variable zu überprüfen, können Sie deren Wert im grafischen Logger anzeigen lassen. Dafür haben Sie im ersten Teil des Tutorials bereits den virtuellen I/O-Kanal Script Value 1 erstellt und zum grafischen Logger hinzugefügt. Fügen Sie nun die Funktion Write Device Property ❶ in das Script ein. Konfigurieren Sie die Funktion dann so, wie in der Abbildung unten dargestellt.

In das Feld Value to be written ❷ tragen Sie den Variablennamen $Sinus ein. Im Bereich Device Property ❸ wählen Sie im Feld Device den virtuellen Kanal Script Value 1. Im Feld Property wählen Sie die dann die Eigenschaft ActualValue. Die Funktion können Sie dann so lesen:

Schreibe den Wert der Variablen $Sinus in die Eigenschaft ActualValue des virtuellen Kanals Script Value 1

Löschen Sie jetzt alle Daten aus dem grafischen Logger und aktivieren Sie die automatische Skalierung. Starten Sie nun Ihr Script. Wenn Sie alles richtig eingegeben haben, sollten Sie sehen, wie im grafischen Logger die folgende Sinusfunktion generiert wird:

Der Sinus oszilliert wie erwartet zwischen 1 und -1. Für das sinusförmige Flussprofil welches generiert werden soll, soll die Flussrate zwischen 0 und der Zielflussrate oszillieren. In einem ersten Schritt soll der Sinuswert dafür so angepasst werden, dass er zwischen 0 und 1 oszilliert. Dies können Sie erreichen, indem Sie den Sinus auf der Y-Achse um 1 nach oben verschieben und dann die Amplitude halbieren. Zur Speicherung des neuen Wertes, verwenden wir die bereits vorhandene Variable $Flow1 ❶. Dies kann nun so berechnet werden:

❷ $Flow1 = ($Sinus + 1) / 2

Ändern Sie nun die Write Device Property Funktion so ab, dass nicht mehr der Wert der Variable $Sinus sondern der Wert der Variable $Flow1 ausgegeben wird. Löschen Sie dann den grafischen Logger und aktivieren Sie wieder die automatische Skalierung. Sie sollten nun folgende Funktion im grafischen Logger sehen – eine Sinusfunktion, die zwischen 0 und 1 oszilliert:

Um den Sinus zwischen 0 und der Zielflussrate oszillieren zu lassen, müssen Sie jetzt lediglich noch mit der Zielflussrate $TargetFlow multiplizieren. Erweitern Sie die Berechnung der Variable $Flow1 um diesen Schritt:

$Flow1 = ($Sinus + 1) / 2 * $TargetFlow

Die Flussrate $Flow1 wird nun sinusförmig zwischen 0 und der Zielflussrate oszillieren. Die Flussrate $Flow2 der zweiten Pumpe soll die erste Flussrate so ergänzen, das ein konstanter Fluss mit gleichbleibender Flussrate $TargetFlow entsteht. Deshalb können Sie in der Variable $Flow2 die Flussrate der zweiten Pumpe wie folgt berechnen

$Flow2 = $TargetFlow – $Flow1

Fügen Sie nun vor die Write Device Property Funktion zwei Generate Flow Funktionen ein und löschen Sie anschließend die Write Device Property Funktion, da diese nicht mehr benötigt wird.

Das Script sollte nun wie in der Abbildung unten aussehen ❶. Konfigurieren Sie die beiden Generate Flow Funktionen so, dass die erste Pumpe mit der Flussrate $Flow1 ❷ gestartet wird und die zweite Pumpe mit der Flussrate $Flow2 (siehe Abbildung unten). Achten Sie darauf, dass die Option Run to completion ❸ deaktiviert ist.

Löschen Sie jetzt erneut alle Daten aus dem grafischen Logger und aktivieren Sie die automatische Skalierung. Überprüfen Sie vor dem Scriptstart, dass die Spritzen der beiden Pumpen aufgezogen sind. Starten Sie dann Ihr Script. Wenn Sie alles richtig eingegeben haben, sollten Sie sehen, wie im grafischen Logger die folgenden Flussprofile generiert werden:

Sie haben nun die Grundlagen erlernt, wie Sie in den Scriptfunktionen JavaScript verwenden können – z.B. um mathematische Berechnung durchzuführen. Wenden Sie das Erlernte an, indem Sie z.B. ein Script programmieren, dass zwei sinusförmige Flüsse erzeugt, bei dem der Sinus des zweiten Flusses die doppelte Periodendauer vom Sinus des ersten Flusses hat. Nutzen Sie den grafischen Logger, um die Ergebnisse zu überprüfen.

Im dritten Teil des Tutorials erfahren Sie, wie Sie das Script um eine Initialisierungsroutine erweitern, welche die Spritzen aufzieht und erhalten Tipps, welche Möglichkeiten es gibt, die Lesbarkeit Ihres Scriptes zu verbessern und Ihr Script zu dokumentieren.

Das QmixElements Projekt mit simulierten Geräten und dem im ersten und zweiten Teil des Tutorials erstellten Scripten können Sie hier herunterladen.

Medizin muss heute innovationsgetriebener und personalisierter sein als je zuvor. Deshalb spielt Mikrofluidik bei der Erforschung neuer therapeutischer Ansätze eine entscheidende Rolle. CETONI hat eine klare Mission: Mit innovativen Lösungen befähigen wir unsere Kunden, nicht nur Teil der Entwicklung zu sein, sondern sogar den Takt vorzugeben.

Im Gegensatz zu herkömmlichen Methoden steht bei der individualisierten Medizin weniger die Krankheit, als vielmehr der Mensch im Mittelpunkt. Das vorrangige Ziel sind patientenorientierte Interventionen ohne Zeitverlust und Nebenwirkungen. Durch die Etablierung von In-vitro-Assays, die ein erster Schritt hin zu belastbaren Wirkungsprüfungen darstellen, ist nun der Weg bereitet, um personalisierte Therapien zielgerichtet weiterzuentwickeln und auf Hochdurchsatz hin zu optimieren

Herkömmliche Verfahren stoßen an ihre Grenzen

Zellkultivierungen werden üblicherweise in standartisierten Zellkulturflaschen in einer geregelten CO2-Umgebung durchgeführt. Dabei sorgt die geschlossene Inkubationseinheit für eine konstante Temperatur, hohe Luftfeuchtigkeit und Sterilität. Ein Problem stellt aber die räumliche Trennung der Zellkultur- und Auswerteeinheit dar, aufgrund derer keine ganzheitliche Aussage zum zellphysiologischen Prozess in Echtzeit getroffen werden kann. Mikrofluidische Systeme hingegen eignen sich hervorragend zur gleichzeitigen Analyse verschiedener Testsubstanzen. Daher rückte die Entwicklung einer automatisierten Zellkultur zur Reduktion von Kosten und zeitintensiven Arbeiten sowie zur Echtzeitbeobachtung von Zellen, gerade in Hinblick auf die Entwicklung personalisierter Therapien, in den Mittelpunkt des Interesses.

Die Miniaturisierung eines Laborablaufes von standardisierten In-vitro-Assays im Well-Format auf einen Lab-on-a-Chip System (LoC) ist nach einer kurzen Implementierungsphase äußerst zeit- und kostensparend. Durch die reduzierten Analyseflächen im Chip ist ein geringerer Probeneinsatz notwendig. Diese neue technologische Möglichkeit liefert insbesondere hinsichtlich der Zellkultivierung neue Perspektiven. Dabei können solche Systeme nicht nur den Zelleinsaatprozess automatisiert realisieren und die Versorgung des Zellkulturmediums mit Nährstoffen sicherstellen, sondern auch die toxische Stimulation der Zellen in Echtzeit gewährleisten. Durch die Verwendung kleinster Zellkulturflächen wird nur eine geringe Anzahl an Zellen benötigt, die bei kontrollierter Zellversorgung (automatisiertes Pump-, Versorgungssystem und Heizeinheit) in Echtzeit (Real-Time) untersucht werden können. Das Pumpsystem erlaubt zudem eine automatisierte Kultivierung.

Goldnanopartikel haben in letzter Zeit in verschiedenen Anwendungsbereichen große Bedeutung erlangt. Die reproduzierbare Synthese solcher Nanopartikel ist aufgrund vieler Reaktionsparameter, die die optischen und elektrischen Eigenschaften der Partikel beeinflussen, recht schwierig. Auch Größe, Form und Dispersion können spürbaren Einfluss ausüben.

Chow et al. berichten in ihrem wissenschaftlichen Artikel über eine neue, strömungsgesteuerte Methode zur Synthese von Goldnanopartikeln unter Verwendung einer auf einer Flüssig-Flüssig-Membran basierenden Trenntechnologie.

Labor Setup

Die strömungsgesteuerte Synthese von Nanopartikeln hat viele überzeugende Vorteile. Die präzise Steuerung der Reaktionsparameter und der Umgebungsbedingungen gewährleisten optimalere Mischungsverhältnis, Verweilzeiten und Temperaturen. Schließlich minimiert die flussgesteuerte Synthese die Variabilität von Charge zu Charge und profitiert gleichzeitig von der erhöhten Ausbeute und Qualität der Goldnanopartikel.

In dem Artikel beschreiben Chow et al. eine flusskontrollierte Studie zur Synthese von DMAP-stabilisierten Goldnanopartikeln, die in drei Synthesestufen aufgeteilt ist. Basierend auf dem modularen neMESYS Spritzenpumpensystem und CETONI‘s Automatisierungssoftware QmixElements konnte ein neuartiges Flusssetup für die Goldnanopartikelsynthese realisiert werden. Ein Setup aus sechs CETONI neMESYS Mitteldruck-Spritzenpumpen wurde verwendet, um den exakten und pulsationsfreien Flussstrom zu erzeugen, der die Bildung von TOAB-Au stabilisierten Nanopartikeln unter Verwendung von Natriumborhydrid als Reduktionsmittel ermöglicht. Zusätzlich wurde eine Peristaltikpumpe (peRISYS-S, CETONI) verwendet, um drei Lösungen für das Waschen von TOAB-Au stabilisierten Nanopartikeln in einer 2 m langen Mischspule zu fördern. Für eine effektive Diffusion und advektive Mischung wurde in der dritten Stufe ein Glas-Silizium-Split-and-Recombine-Mikromischer (CETONI) verwendet.

Zur Trennung der organischen und wässrigen Phase wurde ebenfalls eine Flüssig-Flüssig-Membran verwendet. Um den Druck auf beiden Seiten für eine effiziente Trennung auszugleichen, sind präzise Druckmessungen unerlässlich. Das Druckmodul QmixP von CETONI wurde verwendet, um stromaufwärts einen eventuellen Druckaufbau durch Nanopartikel-Aggregation, der zu einer Verstopfung des T-Mischers führen könnte, zu überwachen.

Im Rahmen dieser brillanten Forschungsarbeit konnte erstmals eine Flüssig-Flüssig-Membran-basierte Trennung von Goldnanopartikeln demonstriert werden. Ein vielseitiges und einfach zu bedienendes Software-Tool in Kombination mit verschiedenen Plug and Play-Komponenten (neMESYS Spritzenpumpen, peRISYS-S Peristaltikpumpe, Druckmessmodul etc.) aus einer Hand, hatten entscheidenden Einfluss auf den Forschungsfortschritt und -erfolg.

Verwendete CETONI-Geräte

• Base 600
• Spritzenpumpen: 6x Nemesys Mitteldruck-Module 1000N
• Peristaltische Pumpe: 1x Perisys S
• Druckregler: 1x QmixP
• Mikromischer: KombiMix
• Software: CETONI Elements (Qmix Elements)

Literatur
Chow E., Raguse B., Della Gaspera E., Barrow S. J., Hong J., Hubble L. J., Chai R., Cooper J. S., Sosa Pintos A., Flow-controlled synthesis of gold nanoparticles in a biphasic system with inline liquid–liquid separation. React. Chem. Eng., 2020, 5, 356. DOI: 10.1039/c9re00403c

Die Spritzenpumpe bietet aufgrund des volumetrischen Förderprinzips und der minimierten Pulsation enorme Vorteile für mikrofluidische Anwendungen. Sie hat aber auch einen großen Nachteil gegenüber anderen Pumpen: Die Förderung endet naturgemäß, sobald die Spritze leer ist. Deshalb kommt die Spritzenpumpe vermehrt zum Einsatz bei Anwendungen, wo dies keine Rolle spielt, weil der Prozess pausiert und die Spritze wieder befüllt werden kann, wie z.B. das Füllen einzelner Kavitäten beim Pipettieren.

Bei vielen Anwendungen – vor allem in der Flow Chemie – wäre eine Unterbrechung nicht möglich, da diese den stabilen Zustand (steady state) stören würde, der sich bereits zu Beginn des Prozesses durch den Fluss der Eluenten (miteinander reagierende Chemikalien) eingestellt hat.

Dieses Problem lässt sich lösen, indem man pro Dosierkanal zwei Spritzenpumpen einsetzt, die alternierend arbeiten. Das heißt, wenn die erste Spritze leer ist, übernimmt die zweite Spritze die Förderung, während mittels eines 3/2-Wege Ventils die erste Pumpe aus einem Reservoir wieder befüllt wird. Anschließend übernimmt die erste Spritze wieder die Förderung, und die zweite Spritze wird erneut befüllt.

Um keine harten Schaltimpulse zu erzeugen, müssen beim Umschalten von der einen auf die andere Pumpe, statt des abrupten Stoppens, flachere Beschleunigungs- und Bremsrampen (Crossflow) gefahren werden. Bei Anwendungen unter höheren Drücken reicht das allerdings nicht aus, um sämtliche Druck- bzw. Flussratenimpulse zu vermeiden, da das gesamte mechanisch-fluidische System (inkl. der gerade fördernden Pumpe) vorgespannt ist, während die wieder befüllte, auf ihren Einsatz wartende Pumpe unter Atmosphärendruck steht. Verbindet man nun durch Schalten des 3/2-Wege Ventils diese wieder befüllte Pumpe mit der Applikation, findet ein Druckausgleich statt, der einen Ausgleichsstrom nach sich zieht. Folglich fließt ein gewisses Volumen von der bedruckten Applikation in die unbedruckte Pumpe. Die Flussrate in der Applikation wird dadurch gesenkt und kann im schlimmsten Falle sogar kurzzeitig negativ werden. Das gilt es zu vermeiden.

Abhilfe schaffen wir, indem wir den Druck der wieder befüllten Pumpe vor dem Hinzuschalten zur Applikation ebenfalls erhöhen, und zwar bis auf den selben Druck, der in der Applikation herrscht. Dies realisieren wir mittels zweier Druckmesser, mehrerer Ventile und einer intelligenten Software-Implementierung. Dabei wird die wieder befüllte Pumpe zunächst gegen geschlossene Ventile gefahren und dabei ein Druckvergleich der beiden Pumpen vorgenommen. Anhand der vom Anwender definierten Parameter wird dabei nach kurzer Zeit das Akzeptanzkriterium erreicht, bei welchem von einer Druckgleichheit ausgegangen wird und somit das Ventil zur Applikation geöffnet werden kann.

Da im Moment des Hinzuschaltens beide Drücke gleich sind, gibt es keinen Druckausgleich, somit auch keinen Volumenausgleichsstrom. Die Druck- und Volumenverhältnisse in der Applikation bleiben wie gewünscht konstant. Es entsteht ein kontinuierlicher pulsationsfreier Fluss (Conti Flow).

Die QmixElements Software verfügt über ein leistungsfähiges Script-System, um Prozesse und Abläufe schnell und einfach zu automatisieren. Sie erhalten im Rahmen dieses Tutorials einen Einblick und viele nützliche Hinweise zu einigen erweiterten Techniken, wie z.B. den Einsatz von Variablen, die Verwendung von JavaScript und die Nutzung von virtuellen Kanälen für die Aufzeichnung von Werten im grafischen Logger.

Im Rahmen des Tutorials erstellen Sie zwei Scripte, in denen auf Basis mathematischer Funktionen Flussgradienten bzw. Flussprofile generiert werden.

Vorbereitung

Bevor Sie mit der Programmierung der Scripte beginnen können, müssen Sie Ihr System konfigurieren. Wenn Sie nicht über entsprechende Geräte verfügen, können Sie das Tutorial auch gern mit simulierten Geräten nachvollziehen. Das QmixElements Projekt mit simulierten Geräten und dem im Tutorial erstellten Script können Sie hier herunterladen.

Wichtig
Für dieses Tutorial benötigen Sie die QmixElements Version v20191121 oder eine neuere Version. Wenn Sie noch eine ältere Version verwenden, aktualisieren Sie bitte auf die aktuellste QmixElements Version.

Aktuelle QmixElements Version

Für dieses Tutorial haben wir zwei Nemesys Niederdruck Spritzenpumpen mit 5 ml Glasspritzen ❶ verwendet. Sie können das Tutorial auch gern mit anderen Nemesys Spritzenpumpen oder Spritzen durchführen, müssen aber dann ggf. die Flussraten anpassen. Damit während der Generierung der Flussprofile die Ventile automatisch geschaltet werden, aktivieren Sie die Ventilautomatik für beide Pumpen ❷. Als Einheit für die Flussrate konfigurieren Sie bitte ml/min ❸.

Um berechnete Werte aus dem Script grafisch visualisieren zu können, erstellen Sie in der Liste der I/O Kanäle einen virtuellen Kanal ❹. Ein virtueller Kanal ist ein I/O Kanal, der für die Eingabe und Ausgabe von Werten verwendet werden kann.

Damit die generierten Flussprofile grafische in Echtzeit aufgezeichnet und visualisiert werden können, verwenden Sie den grafischen Logger und konfigurieren ihn entsprechend der Abbildung unten. Es soll von beiden Pumpen die aktuelle Flussrate und von dem virtuellen Kanal der aktuellen Wert angezeigt werden ❶. Als Log Intervall ❷ stellen Sie einen Wert von 0,1 Sekunden ein. Jetzt können Sie mit der Programmierung des ersten Scripts starten.

Teil 1 – Script zur Generierung eines Sägezahnprofils

Ziel dieses Scripts soll es sein, mit einer Pumpe ein Flussprofil in Form eines Sägezahns zu generieren und mit der zweiten Pumpe den Fluss der ersten Pumpe so zu ergänzen, dass die Summe der beiden Flüsse zu einem konstanten Fluss mit einer definierten Flussrate führt.

Den Sägezahn generieren Sie, indem Sie die Flussrate schrittweise in einem festen Intervall von 0 bis zur gewünschten Zielflussrate erhöhen. D.h. für das Script lassen sich die folgenden Parameter identifizieren:

• Anzahl der Schritte für einen einzelnen Sägezahn ($GradientSteps)
• Dauer eines Schrittes in Millisekunden ($StepDuration)
• Zielflussrate ($TargetFlow)

Für diese Parameter legen Sie in Ihrem Script drei Variablen an. So können Sie die Parameter später schnell und einfach an einer Stelle ändern, ohne ständig durch das komplette Script navigieren zu müssen. Für jede Variable vergeben Sie einen aussagekräftigen und eindeutigen Namen.

Für den Gradient verwenden Sie 20 Schritte ($GradientSteps = 20) mit einer Dauer von je 100 Millisekunden ($StepDuration = 100). Die Auflösung von 100 ms ist für viele Anwendungen eine hinreichend schnelle Zeitbasis. Diese Werte können Sie später jederzeit ändern. Für die Zielflussrate können Sie einen festen Wert eingeben, oder Sie berechnen die Zielflussrate auf Basis der maximalen Flussrate der ersten Pumpe. Dafür können Sie in das JavaScript Feld die Geräteeigenschaft (Insert device property) für die maximale Flussrate der Pumpe einfügen und für Berechnungen verwenden. In diesem Beispiel wollen wir mit einem Zehntel der Maximalflussrate dosieren und teilen diese deshalb einfach durch 10. Sie können aber auch gern andere Werte oder eigene Berechnungen verwenden.

$TargetFlow = $neMESYS_Low_Pressure_1.MaxFlow / 10

Um einen einzelnen Sägezahn zu erzeugen, benötigen Sie nun eine Zählschleife (Counting Loop) ❶. Für eine Zählschleife können zwei Parameter konfiguriert werden: die Anzahl der Schleifendurchläufe (Loop Cycles) ❷ und der Name der Variable, in die der Zählerwert für den aktuellen Schleifendurchlauf gespeichert wird ❸. Das Eingabfeld für die Loop Cycles ❷ ist mit einem orangefarbenen V markiert, d.h. Sie können in diesem Eingabefeld Variablen verwenden. Sie können an dieser Stelle also einfach die vorher definierte Variable $GradientSteps eintragen.

Innerhalb der Schleife können Sie nun die Flussrate für die erste Pumpe berechnen und in einer Variablen speichern. Der Schleifenzähler $i nimmt bei den 20 Schleifendurchläufen die Werte 0 – 19 an. Die Flussrate können Sie deshalb mit der folgenden Formel berechnen:

❶ $Flow1 = $TargetFlow / ($GradientSteps – 1) * $i

D.h. die Flussrate ist im ersten Schleifendurchlauf 0 und erreicht im letzten Durchlauf den Wert $TargetFlow. Die Summe der Flussraten beider Pumpen soll den Wert $TargetFlow ergeben. Deshalb können Sie in einer zweiten Variablen die Flussrate der zweiten Pumpe wie folgt berechnen:

❷ $Flow2 = $TargetFlow – $Flow1

Diese beiden Werte können Sie nun verwenden, um mit der Funktion Generate Flow ❶ die Dosierung der beiden Pumpen zu starten. Zur Konfiguration der Generate Flow Funktion wählen Sie einfach die entsprechende Pumpe aus und tragen im Feld Flow ❷ den berechneten Wert $Flow1 oder $Flow2 ein. Wichtig ist, dass hier die Einheit für die Flussrate auf den gleichen Wert eingestellt wird, wie er für die Pumpe konfiguriert wurde – in diesem Fall ml/min ❸. Die Checkbox Run to completion ❹ müssen Sie deaktivieren. Ist dieses Feld aktiv, dann wird die nächste Funktion erst gestartet, wenn die Pumpe die Dosierung beendet hat. Im Fall der Generate Flow Funktion wäre das dann, wenn die Pumpe vollständig aufgezogen oder vollständig entleert ist. Da dies hier nicht erwünscht ist, sondern das Script sofort fortgesetzt werden soll, deaktivieren Sie das Feld.

Um die gewünschte Schrittdauer für jeden Schleifendurchlauf zu erreichen, fügen Sie nun noch eine Delay Funktion ❶ als letzte Funktion in die Schleife ein. Im Konfigurationsbereich der Funktion im Eingabefeld Milliseconds ❷ können Sie direkt die Variable $StepDuration eintragen. Die Delay Funktion verzögert die weitere Scriptausführung für die konfigurierte Zeitdauer.

Am Ende Ihres kurzen Scripts fügen Sie jetzt die Funktion Stop All Pumps ❶ ein, um alle Pumpen zu stoppen. Um die Aufzeichnung der Flussraten im grafischen Logger mit dem Scriptablauf zu synchronisieren, fügen Sie anschließend noch die Funktion zum Start des Loggers (Start Plot Logger) ❷ vor der Zählschleife ein und die Funktion zum Stoppen der Aufzeichnung (Stop Plot Logger) ❸ am Ende des Scripts.

Wenn Sie Ihre Spritzen komplett gefüllt haben, können Sie jetzt den ersten Testlauf starten. Wenn das Script fehlerfrei durchgelaufen ist, sollten Sie im grafischen Logger das folgende Bild sehen.

Im nächsten Schritt erweitern Sie das Script so, dass die Erzeugung des Sägezahns zyklisch wiederholt wird, bis der Anwender die Taste Request Script Stop ❶ drückt. Fügen Sie dafür eine anfangsgeprüfte Schleife (Conditional Loop) ❷ vor die Sägezahnschleife ein. Wechseln Sie im Konfigurationsbereich der Funktion in den JavaScript Bereich ❸ und geben Sie dort folgende Bedingung ein:

❹ $StopRequested == false

Das bedeutet, diese Schleife wird ständig wiederholt, so lange die Bedingung erfüllt ist, d.h. so lange die globale Variable $StopRequested den Wert false hat. Die Variable $StopRequested ist eine globale Scriptvariable die immer vorhanden ist. Nach dem Start des Scripts hat diese Variable stets den Wert false. Erst wenn der Anwender die Schaltfläche Request Script Stop ❶ drückt, wird der Wert der Variable auf true gesetzt.

Jetzt können Sie die Sägezahnschleife in den Conditional Loop einfügen. Klicken Sie dafür die Zählschleife (Counting Loop) ❺ an und ziehen Sie diese auf den Conditional Loop ❷. Die Zählschleife wird damit in den Conditional Loop eingefügt. Starten Sie das Script nun erneut. Die Erzeugung des Sägezahns wird jetzt so lange wiederholt, bis Sie die Schaltfläche Request Script Stop ❶ drücken.

Drücken Sie nach einigen Zyklen die Request Script Stop ❶ Schaltfläche um das Script zu beenden. Wenn das Script fehlerfrei durchgelaufen ist, sollten Sie im grafischen Logger das folgende Bild sehen.

Damit ist Ihr Flussprofil Script fast fertig. Um die Übersichtlichkeit noch ein wenig zu verbessern, können Sie die Variablen, die Sie am Anfang des Scriptes deklariert haben, in einer Variablengruppe (Variable Declarations) zusammenfassen. Fügen Sie dafür eine Variable Declarations Funktion als erste Funktion in das Script ein. Markieren Sie anschließend alle Variablen. Klicken Sie dafür die erste Create Variable Funktion an und klicken Sie dann mit gedrückter Umschalttaste auf die letzte Create Variable Funktion – so wie Sie auch mehrere Dateien im Dateiexplorer markieren würden.

Anschließend können Sie alle markierten Variablen mit der Maus in die Variablengruppe verschieben. Damit haben Sie die Variablen gruppiert und die Übersichtlichkeit und Lesbarkeit des Scripts verbessert. Außerdem ist es nun leichter, diese Gruppe von Variablen an eine andere Position zu verschieben. Ihr Script sollte nun so aussehen:

Im zweiten Teil des Tutorials erfahren Sie, wie Sie das Script so ändern, dass mit Hilfe von JavaScript Funktionen sinusförmige Flussprofile erzeugt werden können. Zusätzlich erweitern Sie das Script um eine Initialisierungsroutine, welche die Spritzen aufzieht und lernen, wie Sie berechnete Werte mit Hilfe von virtuellen I/O Kanälen im grafischen Logger aufzeichnen können. Abschließend erhalten Sie dann noch Tipps, welche Möglichkeiten es gibt, die Lesbarkeit Ihres Scriptes zu verbessern und Ihr Script zu dokumentieren.

Das QmixElements Projekt mit simulierten Geräten und dem im Tutorial erstellten Script können Sie hier herunterladen.

Als Sir Alexander Fleming 1928 das Penicillin entdeckte, da war das eher ein Zufall. Er hatte eine Bakterienkultur im Labor vergessen und stellte später fest, dass darauf ein Schimmelpilz gewachsen war, der sich die Bakterien in seiner Umgebung „vom Leib halten“ konnte. Für einen Forscher wie Fleming lag es nahe, herauszufinden, wie dieser Pilz das macht, und den Wirkstoff, den er dazu produziert, zu extrahieren.

Mithilfe des Penicillins war es möglich, bakteriologische Infektionen zu heilen, an denen zuvor viele Menschen – verursacht oft nur durch eine kleine blutende Wunde mit Verunreinigungen – gestorben waren. Doch die Entdeckung und auch der erste massenhafte Einsatz von Penicillin ist lange her. Im Laufe der Jahre wurden weitere antibiotisch wirksame Substanzen gefunden und genutzt. Mittlerweile ist die Menschheit aber an einem Punkt angekommen, wo dringend ganz neue Wirkstoffe benötigt werden, da verschiedene Bakterienstämme Resistenzen gegen die bekannten Antibiotika entwickelt haben und sich mit diesen nicht mehr bekämpfen lassen.

Fleming kommentierte seine Entdeckung einmal mit den Worten: „Manchmal findet jemand etwas, wonach er gar nicht gesucht hat.“ Aber längst ist es an der Zeit, aktiv nach solchen neuen Wirkstoffen zu suchen und nicht auf den Zufall zu hoffen. Aber wo suchen? Im Boden! Ein Kubikzentimeter Boden enthält in etwa eine Milliarde Lebewesen. Könnte man die verschiedenen enthaltenen Spezies alle kultivieren und untersuchen, dann stünden die Chancen, einen oder gar mehrere erfolgversprechende Kandidaten zu finden, gar nicht so schlecht. Ausgebracht auf eine Agarplatte (Petrischale mit Nährmedium) vermehren sich die Mikroorganismen und bilden Kolonien – allerdings verhindern einige wenige schnellwachsende Spezies, dass viele sich langsamer vermehrende Organismen zum Zuge kommen – diese werden unterdrückt und können somit nicht charakterisiert werden. Im Boden können sie existieren, offenbar weil sie dort entsprechende Nischen besetzen. Also muss man ihnen auch für die Kultivierung eine Nische anbieten.

Und hier kommt die Mikrofluidik ins Spiel: Ein wunderbares Tool aus dem mikrofluidischen Werkzeugkasten ist der kompartimentierte Fluss (engl. segmented flow), welcher in Mikroreaktoren mit kleinen Kanälen (Durchmesser 100…200 µm) erzeugt wird. Hierbei wird in einen Trägerstrom einer unpolaren Flüssigkeit („Öl“) an einem Kreuzungspunkt eine zweite, polare Flüssigkeit („Wasser“) hinzudosiert. Da sich die beiden nicht mischen, reißen einzelne Wassertropfen ab und schwimmen im Ölstrom mit. Und zwar mit sehr definierten und gleichbleibenden Tropfengrößen, -abständen, und jeweils voneinander getrennt durch das Öl. In kürzester Zeit lassen sich große Mengen solcher Tropfen erzeugen, und hat man als Wasser den Bodenaufschluss in der richtigen Konzentration (verdünnt) verwendet, dann befinden sich in jedem Tropfen nur ein einzelner oder ganz wenige Organismen – in ihrer eigenen Nische, wo sie sich möglicherweise vermehren und eine Kultur bilden können. Perlenschnurartig aufgereiht in einer Spule aus dünnem Schlauch lassen sie sich gut in einen Inkubator verbringen, in dem die geeigneten Kulturbedingungen herrschen.

Für die definierte Erzeugung solcher kompartimentierter Flüsse in solch kleinen Strukturen werden hochpräzise, pulsationsfreie und gut steuerbare Pumpen benötigt – wie die Niederdruck-Spritzenpumpe Nemesys 290N von CETONI. Dank ihrer hervorragenden Dosiereigenschaften können in geeigneten Mikroreaktoren auch noch Substanzen (z.B. Nährstoffe) in die einzelnen Tröpfchen hineindosiert sowie eine Detektion der Trübung und ein Sortieren und gezieltes Ausschleusen von erfolgversprechenden Tröpfchen durchgeführt werden. Die zugehörige Software CETONI Elements (QmixElements) sorgt dabei für eine komfortable und intuitive Bedienung durch den Anwender. Vielleicht wird man mit dieser Methode eines Tages fündig. Es ist zwar wie die berühmte Suche nach der Stecknadel im Heuhaufen, aber durch mikrofluidische Methoden und hochwertige Gerätetechnik wird diese Suche miniaturisiert und automatisiert ermöglicht.

In ihrer letzten Veröffentlichung hat ein Team aus dem Labor von Thomas Gervais an der École Polytechnique de Montréal die Grundlagen für „microfluidic multipoles“ gelegt, eine neue Art von mikrofluidischen Open-Space-Systemen. Die experimentelle Demonstration der dargestellten Prinzipien erforderte den Einsatz von bis zu 12 Niederdruck-Spritzenpumpen neMESYS 290N. Die von den Pumpen angetriebenen mikrofluidischen Multipole wurden weiterhin zur Automatisierung eines Immunfluoreszenztests auf einer Antikörperanordnung verwendet.

Labor Setup

Zum Einsatz kamen speziell entwickelte und 3D-bedruckte Probenköpfe, die in unmittelbarer Nähe der zu bearbeitenden Oberfläche positioniert wurden. Durch gleichzeitige Injektion und Aspiration von Flüssigkeiten aus den zahlreichen Öffnungen konnten periodische Muster von eingegrenzten Reagenzien an der Oberfläche gebildet werden. Die Strömung unter diesen Geräten könnte durch eine direkte Analogie zur elektromagnetischen Theorie (sogenannte Multipole) modelliert werden. In dieser Analogie erzeugen die neMESYS Spritzenpumpen einen Durchfluss, der analog zu einer konstanten Ladung in einem elektrostatischen Feld ist. Die erzeugten Strömungslinien sind wiederum mathematisch analog zur elektrischen Feldverteilung um Ladungen und können einfach modelliert werden. Durch den Einsatz der Fluoreszenzfarbstoffe konnten die Muster weiter visualisiert und fluoreszenzmikroskopisch analysiert werden.

Mit ihrer diesjährigen Veröffentlichung in Nature Communications stellen Goyette, Boulais, et al. neue Werkzeuge zur Verfügung, um Oberflächenbehandlungen und biologische Assays zu entwerfen und durchzuführen, um die Entwicklung der Mikrofluidik im offenen Raum voranzutreiben. Der Aufbau für die Untersuchung von Multipolen konnte mit einem modularen und hochpräzisen Dosiersystem von CETONI realisiert werden. Um kontinuierliche Multipole mit Submillimetergenauigkeit bei minimalem Reagenzienverbrauch zu erzeugen, ist ein extrem gleichmäßiger und pulsationsfreier Fluidstrom erforderlich. Die neMESYS Präzisionsspritzenpumpen eignen sich hervorragend für die präzise Dosierung kleinster Flüssigkeitsmengen.

Microfluidic multipoles

Die PID-geregelte Antriebseinheit der Spritzenpumpe sorgt für einen äußerst gleichmäßigen Antrieb des Spritzenkolbens, verhindert Stick-Slip-Effekte und garantiert so die hohe Genauigkeit und pulsationsfreie Strömung des erzeugten Fluids, die Voraussetzung für diese Anwendung war. Durch die Modularität kann der Aufbau auch jederzeit erweitert werden.

Verwendete CETONI-Geräte

• Base 120
• 12 x Niederdruck-Spritzenpumpen neMESYS 290N

Literatur

Goyette P.-A., Boulais E., Normandeau F., Laberge G., Juncker D., Gervais T. Microfluidic multipoles theory and applications. Nature Communications. 2019, (10), 1781. DOI: 10.1038/s41467-019-09740-7